Prevalens av Trichomonas vaginalis samt Mycoplasma

Detektion av Trichomonas vaginalis samt
Mycoplasma genitalium med multiplex realtids-PCR
En prevalensstudie i Jönköpings län
Lovisa Gabrielsson och Kristoffer Nilsson
Examensarbete, 15 hp, kandidatuppsats
Biomedicinsk laboratorievetenskap termin 6
Jönköping, juni 2015
Metodhandledare: Jessica Ögren, Legitimerad
Biomedicinsk analytiker
Vetenskaplig handledare: Olaf Dienus, Biokemist
och Doktorand
Examinator: Maria Faresjö, Professor
___________________________________________________________________________
Hälsohögskolan, Högskolan i Jönköping
Avdelningen för Naturvetenskap och Biomedicin
Box 1026, SE-551 11 JÖNKÖPING
Sammanfattning
Beställningsfrekvensen för detektion av Trichomonas vaginalis samt Mycoplasma genitalium i
Jönköpings län är låg jämfört med den för Chlamydia trachomatis och Neisseria gonorrhoeae.
Både T. vaginalis och M. genitalium har associerats med infektion av humant papillomvirus
(HPV) samt kan bland annat orsaka salpingit med infertilitet som potentiell komplikation.
Patogenerna har även beskrivits öka risken för transmission av HIV. Syftet med studien var att
detektera T. vaginalis samt M. genitalium med realtids-Polymerase Chain Reaction (PCR) för
uppskattning av prevalens hos individer provtagna för C. trachomatis, N. gonorrhoeae samt
HPV i Jönköpings län. Hos individer över 25 år, provtagna för C. trachomatis och
N. gonorrhoeae, uppskattades prevalensen till 5,5 % för M. genitalium samt 0,13 % för
T. vaginalis. Hos samma individer var prevalensen av C. trachomatis och N. gonorrhoeae
4,5 % respektive 0,13 %. Prevalensen hos individer provtagna för HPV uppskattades till 2,3 %
för M. genitalium samt 0,26 % för T. vaginalis. De slutsatser som dras är att relevans finns för
en mer frekvent beställning av M. genitalium samt att analys för detektion av endast en patogen
ej är optimal. Multiplex analys för detektion av sexuellt överförbara patogener föreslås.
Nyckelord: sexuellt överförbara patogener, molekylärbiologi, Chlamydia trachomatis,
Neisseria gonorrhoeae, HPV
Summary
Detection of Trichomonas vaginalis and Mycoplasma genitalium by Multiplex Real-Time
PCR: A Prevalence Study in Jönköping County
The request for detection of Trichomonas vaginalis and Mycoplasma genitalium in Jönköping
County is low compared to Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae. Both
T. vaginalis and M. genitalium have been associated with Human Papilloma Virus (HPV)
infection and can cause infections such as salpingitis, potentially resulting in infertility. The
pathogens have also been described to increase the risk of HIV transmission. The aim of this
study was to detect T. vaginalis and M. genitalium by real-time Polymerase Chain Reaction
(PCR) to estimate the prevalence among individuals tested for C. trachomatis, N. gonorrhoeae
and HPV in Jönköping County. In individuals above the age of 25 years, tested for
C. trachomatis and N. gonorrhoeae, the prevalence was estimated to 5,5 % for M. genitalium
and 0,13 % for T. vaginalis. In the same group the prevalence of C. trachomatis and
N. gonorrhoeae was 4,5 % and 0,13 % respectively. The prevalence in individuals tested for
HPV was estimated to 2,3 % for M. genitalium and 0,26 % for T. vaginalis. Relevance of a
more frequent request for detection of M. genitalium was concluded and single pathogen
detection was not deemed to be optimal. Multiplex analysis for detection of sexually transmitted
pathogens is encouraged.
Keywords: sexually transmitted pathogens, molecular biology, Chlamydia trachomatis,
Neisseria gonorrhoeae, HPV
Innehållsförteckning
Inledning............................................................................................................... 1
Bakgrund .............................................................................................................. 2
Trichomonas vaginalis ......................................................................................................... 2
Biologisk bakgrund ........................................................................................................... 2
Medicinsk bakgrund ......................................................................................................... 2
Epidemiologisk bakgrund ................................................................................................. 4
Mycoplasma genitalium........................................................................................................ 4
Biologisk bakgrund ........................................................................................................... 4
Medicinsk bakgrund ......................................................................................................... 5
Epidemiologisk bakgrund ................................................................................................. 6
Diagnostik ............................................................................................................................. 6
Direktmikroskopi för T. vaginalis-detektion .................................................................... 6
Odling ............................................................................................................................... 7
Molekylärbiologisk metod ................................................................................................ 7
Realtids-PCR ........................................................................................................................ 8
Metodologisk bakgrund .................................................................................................... 8
Syfte .................................................................................................................... 11
Material och metod ........................................................................................... 12
Urval och provinsamling ................................................................................................... 12
Preanalys ............................................................................................................................ 12
Provmaterial och provkärl .............................................................................................. 12
Extraktion........................................................................................................................ 12
Förvaring av prover ........................................................................................................ 13
Analys med realtids-PCR.................................................................................................. 13
Mastermix ....................................................................................................................... 13
Kontroller ........................................................................................................................ 13
Applicering av prov ........................................................................................................ 14
Kalibrering, analys och bedömning ................................................................................ 14
Verifiering via in vitro-infektion av T. vaginalis ............................................................. 14
Statistisk bearbetning ........................................................................................................ 15
Etiska överväganden ......................................................................................................... 15
Resultat ............................................................................................................... 16
Urval och population ......................................................................................................... 16
STI-screen ....................................................................................................................... 16
HPV-screen ..................................................................................................................... 18
Analys med realtids-PCR.................................................................................................. 18
STI-screen ....................................................................................................................... 18
HPV-screen ..................................................................................................................... 20
Verifiering via in vitro-infektion av T. vaginalis ............................................................. 20
Diskussion........................................................................................................... 21
Slutsatser ............................................................................................................ 25
Omnämnanden .................................................................................................. 26
Referenser .......................................................................................................... 27
Bilaga 1
Bilaga 2
Bilaga 3
Inledning
Infektion orsakad av parasiten Trichomonas vaginalis är den vanligaste bland botbara ickevirala sexuellt överförbara infektioner (STI) världen över. År 2008 uppskattades incidensen hos
vuxna av World Health Organization (WHO) till 276 miljoner fall (7,8 %) vilket globalt sett
gör T. vaginalis-infektion mer vanlig än klamydia, gonorré och syfilis tillsammans (1).
Nationellt har prevalensen nyligen beskrivits ligga kring 0,16 % för kvinnor som besökt en STIklinik i Sverige samt 1,1 % hos kvinnor som slumpmässigt utvalts för provtagning oberoende
av symptom. Prevalensen är inte lika frekvent beskriven för män (2-3). T. vaginalis-infektion
har associerats med prematur födsel (4-5), infektion av humant papillomvirus (HPV) i cervix
(6), salpingit (7), prostatit (8-10) samt ökad spridnings- och förvärvanderisk av HIV (11-12).
Bakterien Mycoplasma genitalium orsakar STI som bland annat kan framträda som uretrit hos
män samt cervicit hos kvinnor där Chlamydia trachomatis och Neisseria gonorrhoeae ej varit
påvisbara (13-15). M. genitalium kan även orsaka salpingit med infertilitet som potentiell
komplikation (16-17). Prevalensen för M. genitalium i Sverige har hos individer med
urogenitala symptom uppskattats till 6,0-7,1 % för män respektive 6,3-7,7 % för kvinnor (1819). Även M. genitalium har associerats med ökad risk för transmission och förvärvning av HIV
(20-22).
Under 2014 analyserades 15 590 beställda prover för detektion av C. trachomatis, 6 666 för
N. gonorrhoeae samt 820 för M. genitalium vid Länssjukhuset Ryhov, Jönköping
(personlig kommunikation, maj, 2015 med A. Nilsson Bowers, ansvarig metodspecialist,
Medicinsk diagnostik, Länssjukhuset Ryhov, Jönköping). För detektion av T. vaginalis utförs
det färre än en direktmikroskopi av våtpreparat per år vid STI-avdelningen på Länssjukhuset
Ryhov, Jönköping (personlig kommunikation, maj, 2015 med J. Ögren medlem i Svenska Läkaresällskapets Referensgrupp för parasitologi).
1
Bakgrund
Trichomonas vaginalis
Biologisk bakgrund
T. vaginalis är en protozo, en encellig eukaryot organism, tillhörande gruppen flagellater som
detekterades första gången 1836 vid undersökning av flytningar från en kvinna. Parasiten
saknar förmåga att inta en skyddande, inaktiv cystform utan förekommer endast i sin livscykel
som vegetativ trofozoit. Trofozoiten är 6-15 µm bred och 7-30 µm lång samt har fem flageller
varav en är inkorporerad i ett vågigt membran vilket sträcker sig halvvägs längs dess sida (2324). Morfologiskt kan trofozoiten förändras beroende av omgivningen, från att vara
päronformad eller oval i renkultur till mer amöboid vid kontakt med urogenitala epiteliala celler
(UEC) (25-26). Vid ogynnsamma förhållanden tenderar trofozoiten att rulla ihop sig och anta
en mer rund form med delvis eller total internalisering av dess flageller. Fenomenet har i
litteraturen beskrivits som en degenererande form av trofozoiten alternativt som en eventuell
pseudocystform (23, 27).
Transmission av T. vaginalis sker generellt genom samlag där parasiten infekterar UEC hos
både män och kvinnor. Förmågan hos trofozoiten att morfologiskt anpassa sig och inta en
amöboid form möjliggör en ökad ytkontakt och interaktion med värdcellen vilket är essentiellt
för dess virulens (28-29). Det har nyligen även beskrivits att T. vaginalis har en förmåga att
bilda och utsöndra exosomer vilka har visats ha en viktig roll vid inbindning till värdcell samt
ha immunomodulerande egenskaper. Exosomerna har då beskrivits mediera i bindningen
trofozoiter emellan, mellan trofozoit och UEC samt trofozoit och prostataceller (30).
Medicinsk bakgrund
Symptom
Inkubationstiden för T. vaginalis är inte helt fastställd men har efter in vitro-studier angivits
variera mellan 4-28 dagar (23, 31). Hos infekterade kvinnor och män har T. vaginalis beskrivits
vara asymptomatisk upp till 50 % samt 70-80 % respektive (31-32). Vid symptomatisk
infektion hos män liknar symptomen ofta de vid uretrit, då främst flytningar samt dysuri (33).
Ett vanligt symptom vid infektion hos kvinnor är flytningar som ofta är rikliga samt kan vara
karaktäristiskt gulgröna, gasbubbliga och illaluktande där blodtillblandning ibland även ses. Ett
2
annat karaktäristiskt symptom är ”jordgubbscervix” där små punktformade blödningar kan ses
i slemhinnan i vagina och cervix. Som följd av ett ökat antal ackumulerade trofozoiter, vilka
orsakar inflammation i vävnaden, blir slemhinnorna ofta svullna och rodnade (23-24, 31).
Övriga symptom som har beskrivits vid infektion är vaginal irritation och klåda, buksmärtor,
dysuri samt dyspareuni (34-35).
Det finns tidigt dokumenterat, redan 1980, att diagnos av T. vaginalis baserat enbart på
karaktäristiska symptom skulle missa ett stort antal infekterade kvinnor samt leda till feldiagnos
av kvinnor utan infektion (36). Då symptomen vid infektion av T. vaginalis överlappar med de
symptom orsakade av flera andra sexuellt överförbara patogener såsom M. genitalium,
N. gonorrhoeae samt även de symptom förekommande vid bakteriell vaginos, är korrekt
diagnosställning baserad på enbart kliniska symptom näst intill omöjlig (28). Infektion av
T. vaginalis behandlas i första hand med metronidazol men vid eventuellt föreliggande resistens
är alternativet tinidazol (31).
Komplikationer
Hos kvinnor har T. vaginalis associerats med vaginit, cervicit samt uretrit. En ökad risk för
salpingit och akut endometrit har även beskrivits vara associerad med infektion av parasiten
(33, 7). T. vaginalis har beskrivits ha koppling till cytologiska abnormaliteter i cervix samt
infektion orsakad av högrisk-HPV (HR-HPV) (6, 37). Hos gravida kvinnor har komplikationer
såsom prematur födsel samt låg födselvikt även associerats med samtidig infektion av
T. vaginalis (4-5). Kongenital transmission orsakar sällan neonatala infektioner. Ett fåtal fall av
neonatala luftvägsinfektioner orsakade av T. vaginalis har dock rapporterats (38-39). Klinisk
relevans för detektion T. vaginalis hos män har tidigare ansetts vara låg då infektionen oftast är
självbegränsande (28). Hos män har infektionsduration i genomsnitt beskrivits vara
approximativt fyra månader medan den hos kvinnor beskrivits vara minst 3-5 år (40). Det har
dock senare beskrivits finnas en association mellan infektion av T. vaginalis hos män och
kronisk uretrit samt en möjlig association med prostatit, prostatahyperplasi samt prostatacancer
(41, 8-10).
Många studier stödjer att en association föreligger mellan T. vaginalis och spridning respektive
förvärvande av HIV (11-12, 42). T. vaginalis har visats ha en stark koppling till fällning av
HIV-1-RNA vilket ökar risken för transmission. En synergisk effekt för fällning av HIV-1RNA har även beskrivits råda vid bakteriell vaginos med samtidig infektion av T. vaginalis.
3
Det finns även beskrivet att detekterbara vaginala nivåer av HIV-1-RNA inte alltid samråder
med detekterbara nivåer i perifert blod (43). Därför finns det stor relevans att behandla
infektioner orsakade av T. vaginalis för att förhindra spridning av HIV. Infektionen har dock
beskrivits kunna vara svårare att behandla hos kvinnor som är HIV-positiva (44).
Epidemiologisk bakgrund
Infektion orsakad av T. vaginalis är den vanligaste bland botbara icke-virala STI världen över.
År 2008 uppskattades incidensen hos vuxna, åldrarna 15-49 år, av WHO till 276 miljoner fall.
Incidensen motsvarar 7,8 % vilket globalt sett gör T. vaginalis-infektion mer vanlig än
klamydia, gonorré och syfilis tillsammans (1). I en studie utförd på kvinnor från Norden,
18-45 år, med randomiserat urval uppskattades prevalensen av T. vaginalis till 1,5 % i Norden
samt 1,1 % i Sverige (3). En nyligen utförd svensk studie visar på en än lägre prevalens, dock
hos patienter som besökte en STI-klinik, där endast ett fall av T. vaginalis hittades hos en kvinna
på 38 år bland 1121 undersökta individer, vilket motsvarar 0,09 % totalt samt 0,16 % för
kvinnor (2). Prevalensen av T. vaginalis har beskrivits öka med åldern, med en åldersbaserad
association för kvinnor ≥40 år, till skillnad från infektioner med C. trachomatis och
N. gonorrhoeae vilka har beskrivits öka med en sjunkande ålder, då med en åldersbaserad
association på <30 år (3, 45).
Hittills i år har det nationellt inte hittats något positivt fynd av T. vaginalis från patient med
odling som referensmetod (personlig kommunikation, maj, 2015 med J. Ögren).
Mycoplasma genitalium
Biologisk bakgrund
M. genitalium är en flaskformad bakterie som huvudsakligen orsakar STI hos både män och
kvinnor (13). Bakterien isolerades första gången 1981 från två män med symptomatisk uretrit
(46). M. genitalium har ett genom bestående av endast 517 gener, och sekvenserades första
gången 1995 (47). Bakterien rör sig med glidande motilitet karaktäristiskt för flera arter inom
Mycoplasma spp. (13). Motiliteten har associerats med flera gener och mutationer i dessa har
beskrivits medföra oförmåga till rörlighet (48). En av de främsta virulensfaktorer hos
M. genitalium som förutsätter möjlighet till infektion är förmågan att adhera till celler, en
4
egenskap vilken medieras av MgPa-operonet i genomet (49). Mutationer i MgPa-operonet har
associerats med förlust av adhesionsförmåga, vilket vidare omöjliggör infektion av bakterien
(50).
M. genitalium har förmåga att fästa till spermatozoer för att på så vis följa med spermier vid
oskyddat samlag vilket således ökar risken för infektion i de övre inre genitalierna hos kvinnor
(16). Vid infektion fäster bakterien till UEC för att tränga in i cellen. Studier har visat att
mekanismen fungerar som ett skydd från det humana immunförsvaret, då fagocyterande celler
ej kan tränga in intracellulärt (20). I cellen förekommer M. genitalium perinukleärt, där den
degraderar nukleinsyror vilka är essentiella för bakteriens metabolism (51-52).
Medicinsk bakgrund
M. genitalium är en ledande orsak till uretrit där C. trachomatis och N. gonorrhoeae ej är
påvisbara (14). Karakteristiska symptom vid uretrit orsakad av M. genitalium inkluderar
flytningar, sveda i uretra samt mikroskopisk indikation på inflammation (13, 53). M. genitalium
har likt C. trachomatis, dock i lägre utsträckning, associerats med cervicit och salpingit
potentiellt resulterande i infertilitet hos kvinnor (15, 17). Flera studier visar på att M. genitalium
inte sällan kan förekomma vid samtidig infektion av andra sexuellt överförbara patogener
såsom C. trachomatis (54-55). Studier har även visat på ett samband mellan infektion av
M. genitalium och HPV hos kvinnor (56-57). Rutinmässigt behandlas infektion av
M. genitalium med azitromycin, medan tetracykliner, som används för behandling av
C. trachomatis, ej har optimal effekt på M. genitalium. Vid resistens mot azitromycin används
moxifloxacin som alternativ (53).
Proinflammatoriska cytokiner, bland annat interlukin 6 (IL-6) samt IL-8, som utsöndras vid
invasion av M. genitalium i epitelceller har beskrivits ha association till ökad HIV-1-replikation
(20-21). Studier har utförts på hur epitel i endocervix påverkas vid infektion av M. genitalium.
Infektion av bakterien associerades då in vitro med ökad permeabilitet, vilket potentiellt gör det
enklare för viruset att tränga igenom epitelcellslagret och infektera perifera blodmononukleära
celler (20, 22).
5
Epidemiologisk bakgrund
I studier från Sverige utförda på individer med urogenitala symptom har prevalensen av
M. genitalium uppskattats till 6,0-7,1 % hos män i åldrarna 17-82 år, respektive 6,3-7,7 % hos
kvinnor i åldrarna 14-55 år (18-19). En studie utförd i norra Norge på 655 asymptomatiska
studenter visade på en låg prevalens, där 1,1 % av männen och 1,0 % av kvinnorna var
infekterade med M. genitalium (58). M. genitalium har, dock företrädesvis hos män, oftare
visats vara symptomatisk jämfört med exempelvis C. trachomatis vilken har en asymptomatisk
frekvens på 50-70 % (53, 59).
Totalt analyserades 15 590 beställda prover för C. trachomatis, 6 666 för N. gonorrhoeae samt
820 för M. genitalium under 2014 vid Länssjukhuset Ryhov, Jönköping. Positiva resultat erhölls
från 912 individer för C. trachomatis, 15 individer för N. gonorrhoeae samt från 132 individer
för M. genitalium (personlig kommunikation, maj, 2015 med A. Nilsson Bowers).
Diagnostik
Då diagnos inte ställs utifrån kliniska karaktäristiska symptom för infektion av T. vaginalis
används nationellt direktmikroskopi för påvisning av parasiten i våtpreparat av vaginalsekret
för kvinnor samt uretrasekret alternativt urin för män. Som referensmetod används odling för
både män och kvinnor. Molekylärbiologisk metod används idag inte rutinmässigt i Sverige för
detektion av T. vaginalis (31, 60). Den molekylärbiologiska metod som nationellt används för
detektion av M. genitalium är Polymerase Chain Reaction (PCR), dock finns det ingen referensmetod för bakterien även om odling är möjlig (61).
Direktmikroskopi för T. vaginalis-detektion
Den metod som främst används nationellt för diagnos och detektion av T. vaginalis är
mikroskopisk undersökning av vaginal- och uretrasekret alternativt urin i form av våtpreparat
där specificiteten och sensitivitet är direkt beroende av erfarenheten hos den som mikroskoperar
(31, 60). Sensitiviteten för metoden har beskrivits vara så låg som 44-68 % trots utförande av
erfaren mikroskopist (34, 62-63). En fördröjning om bara 10-30 minuter från provtagning till
mikroskopering av preparatet har beskrivits minska sensitiviteten dramatiskt (64).
6
Vid STI-avdelningen på Länssjukhuset Ryhov, Jönköping utförs det färre än en mikroskopisk
undersökning för detektion av T. vaginalis per år (personlig kommunikation, maj, 2015 med
J. Ögren).
Odling
T. vaginalis
Odling är referensmetod för detektion av T. vaginalis där indikation föreligger om parasiten
inte har påvisats i våtpreparat och då misstanke om infektion kvarstår grundat på symptom och
objektiva fynd. Odling kan även utföras vid misstanke om terapisvikt. Provmaterial för kvinnor
är sekret som tas från bakre vaginalfornix och för män förstaportionsurin, fördragbart efter
massage av prostata. Alternativt kan prov tas för män från uretra minst 2 timmar efter senaste
urinering (31, 60). Odling kan ta upp till en vecka där Diamonds medium, modifierat enligt
Fouts och Kraus med netilmicin istället för streptomycin, rekommenderas som referensmedium
(65).
M. genitalium
Odling av M. genitalium är genomförbart på fast odlingsmedium. För utodling på fast medium
krävs först odling på njurceller från Chlorocebus spp. (Afrikansk grönapa). Odlingen kan
dessutom ta upp till och med flera månader varför metoden ej används för rutindiagnostik utan
enbart i forskningssammanhang (61).
Molekylärbiologisk metod
Det finns evidens för att T. vaginalis med hög känslighet och specificitet kan detekteras med
PCR-metodik (66-67). Nationellt finns det metoder framtagna för detektion och diagnostik av
M. genitalium med PCR-metodik. Den mest frekvent förekommande metoden i Sverige är
realtids-PCR med hydrolysprober, där primer och probe riktas mot konserverade sekvenser i
MgPa-genen (61).
7
Realtids-PCR
Realtids-PCR är en molekylärbiologisk metod för detektion av nukleinsyrasekvenser. För
amplifiering av deoxiribonukleinsyror (DNA) grundar sig metoden i att nukleinsyror extraheras
från aktuellt provmaterial varpå de denatureras, primer och probe binder in till specifika
sekvenser och ett värmestabilt 5’-3’-exonukleas elongerar sekvenserna (68).
Metodologisk bakgrund
Den molekylärbiologiska analysmetoden PCR grundades 1984 av Kary Mullis (69). Metoden
medför förmågan att amplifiera specifika nukleinsyrasekvenser från extraherat provmaterial.
För amplifiering av DNA används primrar komplementära för de sekvenser som omger
målsekvensen, deoxiribonukleosidfosfater (dNTP) samt ett värmestabilt DNA-polymeras
(figur 1a). Generellt består amplifieringsprocessen av en termocykling där varje cykel innefattar
tre sammanhängande reaktioner: (i) denaturering, då temperaturen höjs till kring 95 °C så att
dubbelsträngat DNA (dsDNA) separerar; (ii) hybridisering, då primrar binder in vid en
temperatur på cirka 60 °C; (iii) elongering, då polymeraset vid runt 72°C elongerar primrar
vilket resulterar i två nya set av dsDNA (figur 1b). Temperaturerna för termocykling kan variera
då de är beroende av vilket enzym som används samt primrarnas smälttemperatur (68, 70). I
varje cykel sker en exponentiell ökning av PCR-produkt och antalet cykler varierar vanligtvis
mellan 30 och 50 (71-72). Vid konventionell PCR sker avläsning av amplifiering i slutskedet
av PCR-reaktionen varför metoden ofta benämns Endpoint PCR (73). Mätning av PCR-produkt
utförs generellt på agarosgel, enligt elektroforesmetod, vilket ger ett semi-kvantitativt värde
(74). Realtids-PCR ger möjlighet till kontinuerlig avläsning i varje cykel och mätning genom
hela PCR-reaktionen (73).
Det finns ett flertal varianter av realtids-PCR där användning av hydrolysprober, för
kontinuerlig visualisering, är en av dem. Vid analys med realtids-PCR är hydrolysprober
beroende av 5’-3’-exonukleasaktiviteten hos DNA-polymeras för att kunna ge signal (68).
Hydrolysprober är oligonukleotider vilka är inmärkta med två typer av fluoroforer. Den ena
fluoroforen, en så kallad reporter, absorberar ljus och intar exciterat tillstånd varpå den vid
återgång till sitt grundtillstånd, emitterar ljus av en längre våglängd i form av fluorescens. Den
andra fluoroforen, kallad quencher, absorberar det fluorescerande ljuset från reportern förutsatt
att dessa molekyler befinner sig i direkt närhet till varandra. Fenomenet betecknas Fluorescence
Resonance Energy Transfer (73).
8
I hydrolysprobens ursprungstillstånd är quenchermolekylen bunden till 3’-änden och
absorberar fluorescensen från reportermolekylen bunden till 5’-änden (68, 75). Under
elongeringsfasen klyvs den inbundna hydrolysproben av polymerasets 5’-3’-exonukleasaktivitet, vilket medför att reporterns fluorescens kan detekteras utan direkt påverkan av
quenchern (figur 1b). I slutet av elongeringsfasen mäter instrumentet fluorescensen vilken är
direkt proportionell mot mängden amplifierad PCR-produkt (68).
(a)
(b)
Figur 1. Schematisk bild över analyskomponenter (a) samt amplifieringsprocessen för DNA
inkluderande denaturering, hybridisering samt elongering (b). Hydrolysproberna är konjugerade
med en reporter (R) och en quencher (Q).
9
Det cykelvärde vid vilket fluorescensen från reportern blir påvisbar, över en definierad tröskel,
är indirekt proportionellt mot den ursprungliga mängden templat i provet (71). Nomenklaturen
för detta cykelvärde är inkonsekvent i litteraturen där de vanligaste termerna är threshold cycle
(Ct), crossing point (Cp) samt take-off point (TOP). Dessa termer syftar till samma värde och
används olika beroende på tillverkaren av analysinstrumentet. Som samlingsterm för cykelvärdet har quantification cycle (Cq) föreslagits (76). Vid analys och bedömning har Cq-värden
erhållna nära slutet av amplifieringsprocessen generellt rekommenderats tolkas som negativa
för att undvika falskt positiva resultat. Gränssättning av Cq-värde för positiv alternativt negativ
tolkning av resultat är därför direkt beroende av antalet cykler i den aktuella amplifieringsprocessen och bestäms vid metoduppsättning (77).
Multiplex analys
Möjlighet finns att med realtids-PCR detektera och analysera mer än en sökt målsekvens i en
och samma brunn, så kallad multiplex analys, där prober kan märkas in med fluoroforer av olika
färgspektra. Vid multiplex analys detekteras det för varje agens olika fluoroforinmärkta prober
i separata våglängdskanaler, men fluorescensen från dessa överlappar i regel varandra. Den
spektraöverskridande fluorescensen innebär att det i en kanal kan fångas upp en del av
signalerna från en fluorofor som mäts i en annan kanal, varför resultaten ofta blir svårtolkade.
Genom att kompensera för spektraöverskridande fluorescens kan korrigering utföras för att
generera ett tolkningsbart resultat. Kompensation för spektraöverskridande fluorescens, även
kallad Color Compensation, involverar kalibrering genom matematiska algoritmer som
programmeras in i instrumentets mjukvara antingen under PCR-reaktionens gång eller inför
dataanalys. Kompensationen medför att endast en färgsignal detekteras i varje kanal (78).
Provförberedelser
Innan ett prov kan analyseras med PCR krävs ett extraktionsmoment för att isolera nukleinsyror
i provet. Extrahering kan ske antingen manuellt eller automatiserat i ett extraktionsinstrument.
Manuell extraktion kräver ofta mer expertis och kunskap än automatiserad extraktion.
Automatiserad extraktion ger dessutom större möjlighet till reproducerbara resultat samt
minskar risken för korskontamination av prover i och med att samtliga prover behandlas på
samma sätt och inte sällan i ett slutet system (68). Den generella principen för extraktion och
isolering av DNA grundas i att celler lyseras samt att cellulära proteiner, cellrester och dylikt
tvättas bort. Efter extraktion erhålls slutligen ett eluat bestående av renat DNA och elueringsbuffert (79).
10
Syfte
Syftet med studien var att med hjälp av realtids-PCR detektera T. vaginalis samt M. genitalium
för uppskattning av prevalens hos individer provtagna för C. trachomatis, N. gonorrhoeae samt
HPV i Jönköpings län.
Hypotesen var att prevalensen för både T. vaginalis och M. genitalium kan visa på en relevans
som motiverar en mer frekvent beställning för detektion av patogenerna.
11
Material och metod
Urval och provinsamling
Samtliga provmaterial var överblivna från ursprungligen avsedd analys samt resultat utsvarade,
då de erhölls från molekylärbiologiska enheten, Laboratoriemedicin, Medicinsk diagnostik,
Länssjukhuset Ryhov, Jönköping. Eluat med extraherat DNA från patientprov screende för
C. trachomatis och N. gonorrhoeae (STI-screen), insamlades mellan 6:e mars och 24:e april
2015 (n=1888). Av dessa valdes samtliga prov positiva i STI-screen ut för analys oavsett ålder
(n=129). Även alla prov från individer över 25 år, oavsett resultat, valdes ut för analys (n=750).
Eluat med extraherat DNA från patientprov screenade för HPV (HPV-screen) insamlades
mellan 25:e mars och 27:e april 2015 (n=388). Samtligt material från HPV-screen
analyserades.
Preanalys
Provmaterial och provkärl
Provtagningskärl för STI-screen som används för analys vid Länssjukhuset Ryhov, Jönköping
är cobas® PCR Female Swab Sample Kit (Roche Diagnostics Scandinavia AB, Bromma,
Sverige) för både män och kvinnor. Provtagningsmaterial är generellt urin för män samt
vaginalsekret för kvinnor. Provmaterial för HPV-screen är vaginal- och cervixcytologiska
prover vilka provtas med steril bomullspinne alternativt provtagningsset för cervixprovtagning
och förvaras i burk för vätskebaserad cytologi med PreservCyt®lösning, ThinPrep® Pap test™
(Hologic Sweden AB, Sollentuna, Sverige).
Extraktion
Extraktion av DNA utförs med cobas® x 480 Instrument, cobas® 4800 Systems (Roche
Diagnostics) enligt tillverkarens rekommendationer för prover avsedda för screening av
C. trachomatis, N. gonorrhoeae samt HPV. Extraktionsvolym från cobas® PCR Female Swab
Sample Kit för urin och vaginalsekret är 850 µl samt 400 µl respektive. För vätskebaserad
cytologi med PreservCyt®lösning är extraktionsvolymen 400 µl. För urin och vaginalsekret
från cobas® PCR Female Swab Sample Kit samt för vätskebaserad cytologi med
12
PreservCyt®lösning erhålls efter extraktion 100 µl och 150 µl eluat med extraherat DNA
respektive.
Förvaring av prover
Eluaten kylförvarades vid 2-8 ̊C i Extraction plate 1,6 ml (Roche Diagnostics) förseglade med
adherande Microseal® ”B” Seal (BioRad, Solna, Sverige). Femtio µl från samtliga eluat
överfördes till Hard-shell® PCR Plates 96 well, thin wall (BioRad) och frystes vid < -18 ̊C då
analys ej kunde utföras inom en vecka från extraktion.
Analys med realtids-PCR
Mastermix
För analys med realtids-PCR användes ett skräddarsytt LightMix® Modular-kit (TIB
MOLBIOL, Berlin, Tyskland) för multiplex analys av C. trachomatis, M. genitalium,
T. vaginalis samt N. gonorrhoeae. För kitet finns ännu ingen CE-märkning då det är under
utveckling och är därför inte validerat i rutindiagnostik. Kitet innehöll primer och
hydrolysprobe riktade mot C. trachomatis (MOMP-gen), C. trachomatis (Plasmid),
M. genitalium, T. vaginalis (Repeat DNA), N. gonorrhoeae (OpaD-gen), N. gonorrhoeae
(gyrA-gen) samt internkontroll, phocine herpesvirus (PhHV IC). Hydrolysprober var inmärkta
med fluoroforerna Cyan500 för MOMP-gen och Plasmid (C. trachomatis), Flourescein (FAM)
för M. genitalium, Rhodamin 6G (R6G) för Repeat DNA (T. vaginalis), LightCycler Red 610
(LC610) för OpaD-gen (N. gonorrhoeae), LightCycler Red 640 (LC640) för gyrA
(N. gonorrhoeae), samt LightCycler Red 670 (LC670) för PhHV IC. Målsekvenserna för respektive patogen erhölls inte då de ej är allmänna utan ägs av tillverkaren. Mastermix
bereddes med Roche LightCycler® 480 Multiplex DNA Master (Roche Diagnostics) enligt
instruktioner för LightMix® Modular-kit (bilaga 1).
Kontroller
För varje analystillfälle användes positiv templatkontroll (PTC) (TIB MOLBIOL) för de
patogener som önskades analyseras samt RNase-fritt vatten som negativ templatkontroll
(NTC). Positivt kontrollmaterial delades upp till två PTC, PTC1 och PTC2, innehållande
positivt kontrollmaterial från C. trachomatis (Plasmid), M. genitalium samt N. gonorrhoeae
13
(OpaD-gen) för PTC1 och C. trachomatis (MOMP-gen), N. gonorrhoeae (gyrA-gen) samt
T. vaginalis (Repeat DNA) för PTC2.
Applicering av prov
För varje PCR-reaktion tillsattes 10 µl mastermix samt 10 µl eluat till varje brunn i
LightCycler® 480 Multiwell Plate 96 well, white (Roche Diagnostics). Som kontroll tillsattes
10 µl NTC, PTC1 och PTC2 till separata brunnar innehållande 10 µl mastermix. Plattan
förseglades med adherande LightCycler 480 Sealing Foil (Roche Diagnostics) varpå den
centrifugerades 2 minuter vid 1800 g.
Kalibrering, analys och bedömning
Innan första analysen, kalibrerades LightCycler® 480 Instrument II, 96 well version (Roche
Diagnostics) för spektraöverskridande fluorescens
med
LightMix®Universal
Color
Compensation Hexaplex (TIB MOLBIOL) enligt tillverkarens instruktioner. Instrumentet
programmerades även för kit-anpassad termocykling enligt rekommendationer från TIB
MOLBIOL (bilaga 1). Efter termocykling utfördes kompensation för spektraöverskridande
fluorescens samt analys varpå prover bedömdes vara positiva alternativt negativa baserat på
Cq-värde samt tillhörande amplifieringskurva. Prover med Cq-värde <40 bedömdes som
positiva vid befintlig amplifieringskurva. Kalibrering, programmering samt analys utfördes i
LightCycler® 480 Software release 1.5.0 SP4 (Roche Diagnostics).
Verifiering via in vitro-infektion av T. vaginalis
För verifiering av att DNA från T. vaginalis kunde preserveras i och extraheras från urin och
vaginalsekret i cobas® PCR Female Swab Sample Kit, in vitro-infekterades ett prov för
respektive provmaterial med framodlade trofozoiter innan extraktion. Referensrör från de
individer vars prov infekterades extraherades och analyserades simultant som kontroll.
En fryst stam av T. vaginalis (ATCC® 50143™) odlades fram i ett falconrör med 9 ml
TRICHOMONAS MEDIUM BASE (OXOID AB, Malmö, Sverige) enligt tillverkarnas
rekommendationer (bilaga 2-3). Efter fem dygns inkubation i 35˚C ambient luft centrifugerades
odlingsmediet 2 minuter i 800g varpå supernatanten togs bort så att ett koncentrat erhölls. Av
koncentratet överfördes 20 µl till 380 µl fosfatbuffrad salin (PBS) pH 7,4 varpå antalet celler
14
räknades i 32 B-rutor i Bürkers räknekammare för beräkning av en approximativ koncentration.
Till proven tillsattes koncentrat så att det efter extraktion fanns DNA från minst 100 parasiter i
10 µl eluat beräknat på ett utbyte om 100 % som riktlinje. Prov förvarades i rumstemperatur i
två dagar innan extraktion utfördes.
Statistisk bearbetning
Beräkning av medianålder samt upprättande av stapeldiagram respektive histogram utfördes för
att illustrera och ge en bild av åldersfördelning inom de olika studie- och testpopulationerna.
För beräkning av beskrivande statistik samt framtagande av grafer bearbetades data statistiskt i
IBM SPSS® Statistics version 21 (IBM Svenska AB, Stockholm, Sverige).
Etiska överväganden
Samtliga prover kodades av så att endast ålder, kön och resultat för det aktuella provet kunde
härledas till erhållet resultat. HPV-prover omfattas av Lag (2002:297) om biobank i hälso- och
sjukvården m.m. Stockholm: Socialdepartementet (Biobankslagen) vilken godkänner att
provmaterial används för forskning och utbildning. Prover avsedda för screening av
C. trachomatis och N. gonorrhoeae omfattas inte av Biobankslagen, dock innebär studien inget
direkt fysiskt ingrepp på den individ prov erhållits ifrån och resultat kan heller ej härledas till
den aktuella individen. Etisk egengranskning enligt Hälsohögskolan är ifylld men den anses
inte vara helt applicerbar för studier utförda på överblivet provmaterial utan ifylldes endast
avseende den del av studien som omfattade provtagning i direkt studiesyfte (verifiering via
in vitro-infektion av T. vaginalis). Studien är godkänd av Medicinsk diagnostik, Region
Jönköpings län.
15
Resultat
Urval och population
STI-screen
Totalt erhölls 1888 eluat från STI-screen vid insamling, där 46 eluat direkt exkluderades från
studien. Av de 46 eluaten var 45 dubbletter inom samma analysdygn och ett från poolad urin.
Fyra eluat erhölls från luftvägsprov tillhörande spädbarn vilka exkluderades då provlokal ej
överensstämde med de som omfattades av studien. Av resterande representativa prover saknades överblivet material från två prover vilka kategoriserades som bortfall och exkluderades från
studien. Totalt återstod 1836 representativa eluat från individer vilka kom att motsvara en studiepopulation för STI-screen.
Studiepopulationen för STI-screen bestod av 534 män mellan 14-61 år samt 1302 kvinnor
mellan 13-68 år. Medianåldern för män och kvinnor var 26 år och 27 år respektive (figur 2a-b).
Totalt 129 eluat från prover positiva i STI-screen erhölls, resulterande i en testpopulation för
individer positiva i STI-screen (STI-POS). STI-POS innefattade 58 män i åldrarna 16-45 år och
71 kvinnor i åldrarna 15-47 år där medianåldern var 23 år och 22 år för män och kvinnor respektive (figur 2a, c). Av de 129 proven från STI-POS var 128 positiva för C. trachomatis samt
ett positivt för N. gonorrhoeae.
Totalt 750 eluat erhölls från individer över 25 år från STI-screen, resulterande i en åldersbaserad
testpopulation (STI>25). Av dessa ingick 35 i STI-POS, resulterande i en överlappning de två
populationerna emellan. STI>25 bestod av 507 kvinnor mellan 26-68 år samt 243 män mellan
26-61 år. Medianåldern för män och kvinnor var 31 år och 32 år respektive (figur 2a, d).
16
(a)
(b)
(d)
(c)
Figur 2. Schematisk bild över studie- och testpopulation för STI-screen (a) samt
åldersfördelning för män och kvinnor i studiepopulation med streckad markering vid 25 års ålder
(b). Åldersfördelning för män och kvinnor i STI-POS (c) samt i STI>25 (d).
17
HPV-screen
Vid insamling erhölls 388 eluat från HPV-screen där 147 var konstaterat positiva för HR-HPV.
Samtliga prover kom från kvinnor mellan 18-80 år (figur 3a). Medianåldern hos de kvinnor
positiva för HR-HPV var 25 år samt hos kvinnor negativa för HR-HPV 60 år vilket resulterade
i en total medianålder på 43 år. Åldersfördelning för individer positiva alternativt negativa för
HR-HPV presenteras i figur 3b.
(a)
(b)
Figur 3. Total åldersfördelning för HPV-screen (a) samt åldersfördelning för individer positiva alternativt negativa för HR-HPV (b).
Analys med realtids-PCR
STI-screen
Samtliga prover från STI-POS erhöll vid analys med realtids-PCR förväntat positivt resultat för
respektive patogen dock med undantag för två prover vilka erhöll negativt resultat för
C. trachomatis. De två proverna erhöll Cq-värde från STI-screen på 39,8 och 37,8 respektive.
Totalt 14 (11 %) positiva reaktioner för M. genitalium erhölls vid analys av prover från
STI-POS där sex prover kom från män samt åtta från kvinnor.
18
Vid analys av prover från STI>25 erhölls 41 (5,5 %) positiva resultat för M. genitalium, 34
(4,5 %) för C. trachomatis, ett (0,13 %) för N. gonorrhoeae samt ett (0,13 %) för T. vaginalis.
Samtliga prover positiva för C. trachomatis samt N. gonorrhoeae ingick i den
överlappande andelen analyserade prover från STI-screen. Totalt erhölls sex (0,80 %)
co-infektioner mellan C. trachomatis och M. genitalium. Fördelning av positiva resultat mellan
män och kvinnor för prover från STI>25 presenteras i figur 4.
Figur 4. Fördelning av positiva resultat mellan män och kvinnor för prover från STI>25, där CT
refererar till C. trachomatis, MG till M. genitalium, TV till T. vaginalis samt NG till N. gonorrhoeae.
Observera att individer positiva för både CT och MG ej är medräknade i staplarna för enskilda
patogener.
Från samtliga analyserade prover från STI-screen erhölls totalt 49 positiva resultat för
M. genitalium, 126 för C. trachomatis, ett för N. gonorrhoeae samt ett för T. vaginalis.
Co-infektion av M. genitalium och C. trachomatis förelåg hos 14 av de analyserade proverna.
Provet positivt för T. vaginalis kom från en kvinna >45 år med ett erhållet Cq-värde på 23,2.
19
HPV-screen
Vid analys av prover från HPV-screen med realtids-PCR erhölls nio (2,3 %) positiva resultat
för M. genitalium samt ett (0,26 %) positivt resultat för T. vaginalis. För samtliga prover
positiva för M. genitalium förelåg samtidig infektion med HR-HPV. Prover samtidigt positiva
för HR-HPV och M. genitalium kom från kvinnor mellan 20-28 år. Provet positivt för
T. vaginalis var inte samtidigt positivt för HR-HPV och kom från en kvinna >45 år med ett
erhållet Cq-värde på 18,7.
Verifiering via in vitro-infektion av T. vaginalis
Antalet celler vid räkning i Bürkers räknekammare varierade mellan 25 och 51 motsvarande en
koncentration av 2500 - 5100 celler/µl koncentrat. Vid analys med realtids-PCR av
in vitro-infekterade prover erhölls Cq-värde på 25,7 för urin samt 28,2 för vaginalsekret.
Referensrör erhöll negativa resultat för aktuell patogen.
20
Diskussion
Syftet med studien var att uppskatta prevalensen av T. vaginalis samt M. genitalium hos
individer testade för C. trachomatis, N. gonorrhoeae samt HPV i Jönköpings län.
För STI-POS och STI>25 uppskattades prevalensen till 0 % respektive 0,13 % för T. vaginalis
samt 11 % respektive 5,5 % för M. genitalium. Prevalensen hos individer testade för HPV
uppskattades till 0,26 % för T. vaginalis samt 2,3 % för M. genitalium. Det är svårt att jämföra
erhållet resultat med prevalens från andra tidigare studier då de generellt inte aktivt har anpassat
urvalet efter åldersgrupper utan inkluderat samtliga individer oavsett ålder. Begreppet
”prevalens” har enligt Svenska Akademien beskrivits som andelen sjuka i viss sjukdom vid en
bestämd tidpunkt (80). Begreppet har använts olika i den för bakgrundsupprättningen
genomgångna litteraturen. Ett exempel är rapporten från WHO där prevalens beräknas utifrån
antalet
inrapporterade
fall,
incidensen,
och
den
uppskattade
genomsnittliga
infektionsdurationen (1). För de två prevalensstudier utförda för T. vaginalis på individer från
Sverige skiljer sig prevalensen som en följd av undersökning i olika populationer där den ena
innefattade individer som aktivt sökte sig till en STI-klinik och den andra innefattade kvinnor
som randomiserat valts ut för undersökning (2, 3). Prevalensen kan inte jämföras då urval
utförts med olika utgångskriterier varför begreppet även borde definieras beroende av urval och
den population som undersöks.
Urval av testpopulationen STI>25 motiverades huvudsakligen av tidigare åldersbaserade
associationer för T. vaginalis, då prevalensen har beskrivits öka med åldern (45). Det var även
intressant att utforska prevalensen för M. genitalium i en äldre population än vad som allmänt
anses vara den mer prevalenta för STI. Associationen för de båda patogenerna till HPV
motiverade till att samtliga prover från HPV-screen valdes ut för analys. Åldersfördelningen i
populationen från HPV-screen var även fördelaktig för att hitta fynd av T. vaginalis med 208
av 388 (54 %) individer ≥40 år.
Syftet varför samtliga prover positiva vid STI-screen valdes ut för analys var för att kontrollera
att samma resultat erhölls vid rutin som vid analys med kit från TIB MOLBIOL. För två prover
erhölls inte förväntat positivt resultat för C. trachomatis dock anses det att Cq-värdena låg på
gränsen (Cq=40,0) för bedömning av positivt alternativt negativt resultat vilket vid omanalys
av samma prov kan ge negativt resultat på grund av naturlig variation. En viss degradering av
21
DNA kan möjligtvis ha skett mellan de två analystillfällena. En annan parameter att ha i åtanke
är att reaktions- och templatvolym skiljer sig för de båda analystillfällena. Huruvida något av
instrumenten och kit är känsligare för detektion av aktuell patogen kan det således inte dras
någon slutsats om.
Kitet från TIB MOLBIOL har ännu inte erhållit någon CE-märkning vilket är ett krav i en
verksamhet där medicintekniska produkter omfattas av IVD-direktivet. Av tillverkaren kräver
IVD-direktivet då bland annat en säkerställning av produktens validitet, säkerhet och kvalitet
för en tillförlitlighet i genererade analysresultat. Ansvar åligger även användaren att följa
tillverkares rekommendation gällande förvaring, hantering, skötsel, underhåll och användning
(81). Uppdaterade erhållna instruktioner från TIB MOLBIOL har i denna studie vid aktuellt
analysutförande strikt efterföljts. Trots att prover positiva för C. trachomatis och
N. gonorrhoeae lyckades detekteras vid analys med kitet kan någon diskussion kring validitet
för detektion av övriga patogener inte föras.
Ett försök gjordes för verifiering av att DNA från T. vaginalis kunde preserveras i och
extraheras från urin och vaginalsekret i cobas® PCR Female Swab Sample Kit. De låga Cqvärdena, 28,2 respektive 25,7, kan tyda på att antalet parasiter var mycket fler än 100 per 10 µl
eluat. Eftersom vetskapen inte finns om vilka sekvenser primrar och prober är riktade emot
samt hur många gånger de specifika sekvenserna återkommer i genomet från en parasit, är
erhållet resultat dock svårtolkat. För optimering av försöket rekommenderas delar som omfattar
koncentrat och tid för förvaring att korrigeras. Koncentratet rekommenderas tvättas med PBS
pH 7,4 för att skölja bort DNA från sönderfallna parasiter så att koncentrationen motsvarar den
för synliga räkningsbara parasiter. Vid tvättning försvinner även överskott av odlingsmedium
vars viskositet ej upplevdes som optimal för beräkning i Bürkers räknekammare. Provet skulle
även ha förvarats en längre tid innan extraktion för ett mer applicerbart resultat. På grund av
tidsbrist och förseningar i leverans utfördes försöket ej på nytt i mer optimerad konstellation.
Cq-värdena erhållna från de två prover positiva för T. vaginalis från STI>25 och HPV-screen
var lägre än de vid verifieringen dock är det svårt att avgöra om det tyder på en stor organismbörda vid infektion. Målet med försöket var dock ej att kvantifiera och utvärdera utbytet vid
extraktion utan enbart att undersöka om DNA från T .vaginalis gick att påvisa. För att bestämma
minsta antal parasiter i ett prov som efter extraktion kan detekteras med metoden krävs en studie
i sig.
22
I denna studie, likt tidigare studier (2-3), tyder resultaten på en betydligt lägre prevalens av
T. vaginalis än vad som rapporteras globalt (1). Relevansen för en mer frekvent beställning av
T. vaginalis kan diskuteras då parasiten inte förekommer lika frekvent i Sverige. Jämfört med
att det hittills i år inte har hittats något fall av T. vaginalis med referensmetoden odling är
erhållet resultat om två fall av parasiten under loppet av en och en halv månad förhållandevis
många. Den mer frekvent beställda analysen för detektion av N. gonorrhoeae har endast
genererat i ett positivt fynd under samma tidsperiod samt 15 positiva fynd under 2014. Antalet
fynd av T. vaginalis och N. gonorrhoeae under den aktuella studieperioden är för få för att dra
någon generell slutsats om deras relevans för en mer frekvent beställning. Prevalensen bör då
dokumenteras över en längre tidsperiod, förslagsvis ett år. T. vaginalis kan dock ge liknande
symptom som N. gonorrhoeae och allvarliga komplikationer vid obehandlad infektion (28).
De två fall av T. vaginalis som hittades i denna studie kom från kvinnor över 40 år vilket
överensstämmer med tidigare studier utförda i Sverige samt tidigare beskrivna åldersbaserade
associationer (2-3, 45). Indikation kan därför föreligga för detektion av T. vaginalis i en åldersgrupp kring 40 år och uppåt. Med komplikationer såsom infertilitet samt prematur födsel i
åtanke, bör även indikation för detektion föreligga hos kvinnor i fertil ålder. Därutöver kan det
även vara relevant att testa HIV-positiva individer då T. vaginalis potentiellt kan öka risken för
transmission av viruset trots att patienten inte har detekterbara nivåer av HIV-1-RNA i
perifert blod (43).
Om det föreligger någon indikation för detektion av T. vaginalis hos män är svårbedömt då få
studier är utförda inriktade på män. Enligt WHO bestod incidensen år 2008 av lika många eller
fler fall av T.vaginalis hos män jämfört med kvinnor för samtliga geografiska områden som
innefattades. Prevalensen för män har dock i rapporten beskrivits som lägre än hos kvinnor
beroende av en kortare infektionsduration (1). Då infektionsdurationen för män i genomsnitt
har beskrivits vara runt fyra månader kan dess kliniska relevans ifrågasättas, dock ger
associerade komplikationer såsom prostatahyperplasi och prostatacancer en ökad relevans för
detektion av parasiten (40, 9-10). Då det föreligger svårigheter för detektion av T. vaginalis i
uretrasekret och urin (även i vaginalsekret) med rådande diagnostik skulle upprättandet av en
molekylärbiologisk metod för detektion, vilken inte kräver levande parasiter, vara fördragbart
(34, 62-64). Ingrepp vid provtagning hos män skulle även förmildras om hög känslighet för
detektion i urin med molekylärbiologisk metod kan säkerställas (60).
23
I STI>25 skiljer sig inte prevalensen av C. trachomatis (4,5 %) och M. genitalium (5,5 %)
nämnvärt åt varför minst lika stor vikt borde läggas för detektion av de båda patogenerna i en
jämförbar population. Komplikationer associerade med infektion av M. genitalium kan även
likställas med de för C. trachomatis (15, 59). I STI-POS identifierades det, som ett bifynd, att
det hos 11 % av individer positiva för C. trachomatis förelåg co-infektion med M. genitalium
vilket även finns beskrivet i tidigare studier (54-55). Då C. trachomatis behandlas med
tetracykliner vilka inte är effektiva mot M. genitalium finns det relevans för detektion av
M. genitalium för adekvat behandling (53).
Ett ytterligare bifynd som bör lyftas fram från studiens ursprungssyfte var att samtliga fynd av
M. genitalium hos individer screenade för HPV hade samtidig infektion av HR-HPV.
Association infektionerna emellan finns beskrivet i ett fåtal tidigare studier dock är
orsakssamband inte utrett (56, 57). Om M. genitalium möjligen skulle kunna öka risken för
HR-HPV är detektion av bakterien högst relevant då HR-HPV har visats orsaka cellförändringar
och cancer i cervix (82). Möjlighet finns även att infektion av HR-HPV kan öka risken för
infektion av M. genitalium varför indikation för detektion av bakterien då skulle föreligga hos
individer positiva för HR-HPV. Co-infektionen skulle även kunna vara slumpmässig alternativt
åldersberoende då åldersfördelningen för individer positiva för HR-HPV samt M. genitalium i
aktuell population liknar varandra. Det bör understrykas att det av erhållna resultat inte går att
dra några slutsatser av den trend som syns i den aktuella populationen dock är det viktigt att
fortsätta studera fenomenet vidare för ett tydligare samband och en ökad förståelse.
24
Slutsatser
Ställningstagande kring hypotesen för studien om att prevalensen för T. vaginalis och
M. genitalium kan visa på en relevans motiverande en mer frekvent beställning för detektion av
patogenerna är svår att uttala sig om då det huvudsakligen är klinikerna som avgör
beställningsfrekvensen. Dock anses det finnas relevans för en mer frekvent beställning av
M. genitalium indikerad av generella STI-symptom, särskilt i populationer jämförbara med
STI>25, samt som co-infektion med C. trachomatis vid kvarvarande symptom efter behandling
med tetracykliner. Prevalensen för T. vaginalis motiverar inte direkt för en mer frekvent
beställning dock borde den ha en relevans liknande den för N. gonorrhoeae med liknande
symptom samt allvarliga komplikationer vid obehandlad infektion. Av ovanstående dras
även slutsatsen att beställning för detektion av endast en patogen inte är optimal då det kan
resultera i fördröjd behandling med bestående komplikationer som potentiell följd alternativt
fel eller utebliven behandling. Då symptomen för flera STI överlappar varandra styrks även
motivationen till en multiplex analys av sexuellt överförbara patogener vilket efter aktuell
studie anses vara det mest optimala alternativet. Multiplex analys med molekylärbiologisk
metod är även mer kostnadseffektiv (inom vissa restriktioner) jämfört med beställning för
detektion av enskilda patogener då den största kostnaden tillkommer i preparation av prover
samt i personalkostnader.
Vidare studier kring associationen mellan M. genitalium och HR-HPV uppmuntras för ett
tydligare samband samt en ökad förståelse av fenomenet.
25
Omnämnanden
Ett stort tack önskas riktas till TIB MOLBIOL för sponsring av primrar, prober samt enzymkit
vilka har varit essentiella då genomförande av en prevalensstudie kräver en högre provvolym
än vad annars, av ekonomiska skäl, inte hade kunnat tillhandahållas.
Tack önskas även tillägnas handledare för studien, Olaf Dienus och Jessica Ögren, för att
engagerat och tålmodigt främjat såväl personlig som professionell utveckling samt stöttat vid
både praktiskt utförande samt skriftlig sammanställning av studien. Tack även till personalen
på molekylärbiologiska enheten, Laboratoriemedicin, Medicinsk diagnostik, Länssjukhuset
Ryhov, Jönköping, för besvarande av frågor, stöttning i analysutförande samt för insamling av
överblivet provmaterial. Slutligen önskas tack riktas till Jan Strindhall för att engagerat gripit
in vid problematik i skrivandeprocessen.
26
Referenser
1. World Health Organization. Global incidence and prevalence of selected curable sexually transmitted infections –2008. Geneva: World Health Organization; 2012. [201503-15]
Tillgänglig
via:
http://www.who.int/reproductivehealth/publica-
tions/rtis/2008_STI_estimates.pdf.
2. Pellrud H, Golparian D, Nilsson CS, Falk M, Fredlund H, Unemo M. Trichomonas
vaginalis Infections are Rare Among Young Patients Attending an STI Clinic in Sweden. Acta Derm Venereol. 2015;95(3):343-344. doi: 10.2340/00015555-1946.
3. Faber MT, Nielsen A, Nygård M, Sparén P, Tryggvadottir L, Hansen BT, et al. Genital
chlamydia, genital herpes, Trichomonas vaginalis and gonorrhea prevalence, and risk
factors among nearly 70,000 randomly selected women in 4 Nordic countries. Sex
Transm Dis. 2011;38(8):727-34. doi: 10.1097/OLQ.0b013e318214bb9b.
4. Mann JR, McDermott S, Gill T. Sexually transmitted infection is associated with increased risk of preterm birth in South Carolina women insured by Medicaid. J Matern
Fetal Neonatal Med. 2010;23(6):563-8. doi: 10.3109/14767050903214574.
5. Buchmayer S, Sparén P, Cnattingius S. Signs of infection in Pap smears and risk of
adverse pregnancy outcome. Paediatr Perinat Epidemiol. 2003;17(4):340-6.
6. Lazenby GB, Taylor PT, Badman BS, McHaki E, Korte JE, Soper DE, et al. An association between Trichomonas vaginalis and high-risk human papillomavirus in rural Tanzanian women undergoing cervical cancer screening. Clin Ther. 2014;36(1):38-45. doi:
10.1016/j.clinthera.2013.11.009.
7. Cherpes TL, Wiesenfeld HC, Melan MA, Kant JA, Cosentino LA, Meyn LA, et al. The
associations between pelvic inflammatory disease, Trichomonas vaginalis infection,
and positive herpes simplex virus type 2 serology. Sex Transm Dis 2006; 33:747–752.
27
8. Seo MY, Im SJ, Gu NY, Kim JH, Chung YH, Ahn MH, et al. Inflammatory response
of prostate epithelial cells to stimulation by Trichomonas vaginalis. Prostate 2014;
74:441–449.
9. Mitteregger D, Aberle SW, Makristathis A, Walochnik J, Brozek W, Marberger M, et
al. High detection rate of Trichomonas vaginalis in benign hyperplastic prostatic tissue.
Med Microbiol Immunol 2012; 201:113–116.
10. Stark JR, Judson G, Alderete JF, Mundodi V, Kucknoor AS, Giovannucci EL, et al.
Prospective study of Trichomonas vaginalis infection and prostate cancer incidence and
mortality: Physicians' Health Study. J Natl Cancer Inst. 2009;101(20):1406-11. doi:
10.1093/jnci/djp306.
11. McClelland RS, Sangare L, Hassan WM, Lavreys L, Mandaliya K, Kiarie J, et al. Infection with Trichomonas vaginalis increases the risk of HIV-1 acquisition. J Infect Dis
2007; 195:698– 702.
12. Mavedzenge SN, Pol BV, Cheng H, Montgomery ET, Blanchard K, de Bruyn G, et al.
Epidemiological synergy of Trichomonas vaginalis and HIV in Zimbabwean and South
African women. Sex Transm Dis 2010; 37:460–6.
13. Taylor-Robinson D, Jensen JS. Mycoplasma genitalium: from Chrysalis to multicolored
butterfly. Clin Microbiol Rev. 2011;24(3):498-514. doi: 10.1128/CMR.00006-11. Review.
14. Horner PJ, Gilroy CB, Thomas BJ, Naidoo RO, Taylor-Robinson D. Association of
Mycoplasma
genitalium
with
acute
non-gonococcal
urethritis.
Lancet.
1993;342(8871):582-5.
15. Bjartling C, Osser S, Persson K. Mycoplasma genitalium in cervicitis and pelvic inflammatory disease among women at a gynecologic outpatient service. Am J Obstet Gynecol. 2012;206(6):476.e1-8. doi: 10.1016/j.ajog.2012.02.036.
28
16. Svenstrup HF, Fedder J, Abraham-Peskir J, Birkelund S, Christiansen G. Mycoplasma
genitalium attaches to human spermatozoa. Hum Reprod. 2003;18(10):2103-9.
17. Simms I, Eastick K, Mallinson H, Thomas K, Gokhale R, Hay P, et al. Associations
between Mycoplasma genitalium, Chlamydia trachomatis and pelvic inflammatory disease. J Clin Pathol. 2003;56(8):616-8.
18. Anagrius C, Loré B, Jensen JS. Mycoplasma genitalium: prevalence, clinical significance, and transmission. Sex Transm Infect. 2005;81(6):458-62.
19. Edberg A, Jurstrand M, Johansson E, Wikander E, Höög A, Ahlqvist T, et al. A comparative study of three different PCR assays for detection of Mycoplasma genitalium in
urogenital specimens from men and women. J Med Microbiol. 2008;57(3):304-9. doi:
10.1099/jmm.0.47498-0.
20. McGowin CL, Popov VL, Pyles RB. Intracellular Mycoplasma genitalium infection of
human vaginal and cervical epithelial cells elicits distinct patterns of inflammatory cytokine secretion and provides a possible survival niche against macrophage-mediated
killing. BMC Microbiol. 2009;9:139. doi: 10.1186/1471-2180-9-139.
21. Manhart LE, Mostad SB, Baeten JM, Astete SG, Mandaliya K, Totten PA. High Mycoplasma genitalium organism burden is associated with shedding of HIV-1 DNA from
the cervix. J Infect Dis. 2008;197(5):733-6. doi: 10.1086/526501.
22. Das K, De la Garza G, Siwak EB, Scofield VL, Dhandayuthapani S. Mycoplasma genitalium promotes epithelial crossing and peripheral blood mononuclear cell infection by
HIV-1. Int J Infect Dis. 2014;23:31-8. doi: 10.1016/j.ijid.2013.11.022.
23. Garcia LS. Diagnostic medical parasitology. 5th ed. Washington, D.C.: ASM Press;
2007.123-30.
24. Ash LR, Orihel TC. Atlas of human parasitology. 5th ed. Chicago: ASCP Press;
2007.92-3.
29
25. Kusdian G, Woehle C, Martin WF, Gould SB. The actin-based machinery of Trichomonas vaginalis mediates flagellate-amoeboid transition and migration across host tissue.
Cell Microbiol 2013; 15:1707–21.
26. De Miguel N, Riestra A, Johnson PJ. Reversible association of tetraspanin with
Trichomonas vaginalis flagella upon adherence to host cells. Cell Microbiol 2012;
14:1797–1807.
27. Pereira-Neves A, Ribeiro KC, Benchimol M. Pseudocysts in trichomonads-new insights. Protist 2003;154:313–29.
28. Edwards T, Burke P, Smalley H, Hobbs G. Trichomonas vaginalis: Clinical relevance,
pathogenicity
and
diagnosis.
Crit
Rev
Microbiol.
2014:1-12.
doi:10.3109/1040841X.2014.958050.
29. Hirt RP. Trichomonas vaginalis virulence factors: an integrative overview. Sex Transm
Infect 2013; 89:439–443.
30. Twu O, de Miguel N, Lustig G, Stevens GC, Vashisht AA, Wohlschlegel JA, et al.
Trichomonas vaginalis exosomes deliver cargo to host cells and mediate host∶parasite
interactions. PLoS Pathog. 2013;9(7):e1003482. doi: 10.1371/journal.ppat.1003482.
31. Referensmetodik för klinisk mikrobiologi: Trichomonas vaginalis. Folkhälsomyndigheten och Föreningen för Medicinsk Mikrobiologi. [2015-03-15]. Tillgänglig via:
http://referensmetodik.folkhalsomyndigheten.se/w/Trichomonas_vaginalis.
32. Seña AC, Miller WC, Hobbs MM, Schwebke JR, Leone PA, Swygard H, et al.
Trichomonas vaginalis infection in male sexual partners: implications for diagnosis,
treatment, and prevention. Clin Infect Dis. 2007; 44(1):13-22.
33. Swygard H, Seña AC, Hobbs MM, Cohen MS. Trichomoniasis: clinical manifestations,
diagnosis and management. Sex Transm Infect 2004; 80:91–5.
30
34. Nye MB, Schwebke JR, Body BA. Comparison of APTIMA Trichomonas vaginalis
transcription-mediated amplification to wet mount microscopy, culture, and polymerase
chain reaction for diagnosis of trichomoniasis in men and women. Am J Obstet Gynecol.
2009;200(2):188.e1-7. doi: 10.1016/j.ajog.2008.10.005.
35. Patil MJ, Nagamoti JM, Metgud SC. Diagnosis of Trichomonas vaginalis from Vaginal
Specimens by Wet Mount Microscopy, In Pouch TV Culture System, and PCR. J Glob
Infect Dis. 2012;4(1):22-5. doi: 10.4103/0974-777X.93756.
36. Fouts AC, Kraus SJ. Trichomonas vaginalis: reevaluation of its clinical presentation
and laboratory diagnosis. J Infect Dis. 1980 ;141(2):137-43.
37. Donders GG, Depuydt CE, Bogers JP, Vereecken AJ. Association of Trichomonas
vaginalis and cytological abnormalities of the cervix in low risk women. PLoS One.
2013;8(12):e86266. doi: 10.1371/journal.pone.0086266.
38. Bruins MJ, van Straaten IL, Ruijs GJ. Respiratory disease and Trichomonas vaginalis
in premature newborn twins. Pediatr Infect Dis J 2013; 32:1029– 30.
39. Carter JE, Whithaus KC. Neonatal respiratory tract involvement by Trichomonas
vaginalis: a case report and review of the literature. Am J Trop Med Hyg.
2008;78(1):17-9.
40. Bowden FJ, Garnett GP. Trichomonas vaginalis epidemiology: parameterising and analysing a model of treatment interventions. Sex Transm Infect. 2000;76(4):248-56.
41. Lee JJ, Moon HS, Lee TY, Hwang HS, Ahn MH, Ryu JS. PCR for diagnosis of male
Trichomonas vaginalis infection with chronic prostatitis and urethritis. Korean J Parasitol. 2012;50(2):157-9. doi: 10.3347/kjp.2012.50.2.157.
42. Van Der Pol B, Kwok C, Pierre-Louis B, et al. Trichomonas vaginalis infection and
human immunodeficiency virus acquisition in African women. J Infect Dis 2008;
197:548–54.
31
43. Fastring DR, Amedee A, Gatski M, Clark RA, Mena LA, Levison J, et al. Co-occurrence
of Trichomonas vaginalis and bacterial vaginosis and vaginal shedding of HIV-1 RNA.
Sex Transm Dis. 2014;41(3):173-9. doi: 10.1097/OLQ.0000000000000089.
44. Kissinger P, Mena L, Levison J, Clark RA, Gatski M, Henderson H, et al. A randomized
treatment trial: single versus 7-day dose of metronidazole for the treatment of Trichomonas vaginalis among HIV-infected women. J Acquir Immune Defic Syndr 2010;
55:565–71.
45. Ginocchio CC, Chapin K, Smith JS, Aslanzadeh J, Snook J, Hill CS, et al. Prevalence
of Trichomonas vaginalis and coinfection with Chlamydia trachomatis and Neisseria
gonorrhoeae in the United States as determined by the Aptima Trichomonas vaginalis
nucleic acid amplification assay. J Clin Microbiol. 2012;50(8):2601-8. doi:
10.1128/JCM.00748-12.
46. Tully JG, Taylor-Robinson D, Cole RM, Rose DL. A newly discovered mycoplasma in
the human urogenital tract. Lancet. 1981;1(8233):1288-91.
47. Fraser CM, Gocayne JD, White O, Adams MD, Clayton RA, Fleischmann RD, et al.
The
minimal
gene
complement
of
Mycoplasma
genitalium.
Science.
1995;270(5235):397-403.
48. Pich OQ, Burgos R, Ferrer-Navarro M, Querol E, Piñol J. Mycoplasma genitalium
mg200 and mg386 genes are involved in gliding motility but not in cytadherence. Mol
Microbiol. 2006;60(6):1509-19.
49. Hu PC, Schaper U, Collier AM, Clyde WA Jr, Horikawa M, Huang YS, et al. A Mycoplasma genitalium protein resembling the Mycoplasma pneumoniae attachment protein.
Infect Immun. 1987;55(5):1126-31.
50. Burgos R, Pich OQ, Ferrer-Navarro M, Baseman JB, Querol E, Piñol J. Mycoplasma
genitalium P140 and P110 cytadhesins are reciprocally stabilized and required for cell
adhesion and terminal-organelle development. J Bacteriol. 2006;188(24):8627-37.
32
51. Ueno PM, Timenetsky J, Centonze VE, Wewer JJ, Cagle M, Stein MA, et al. Interaction
of Mycoplasma genitalium with host cells: evidence for nuclear localization. Microbiology. 2008;154(10):3033-41. doi: 10.1099/mic.0.2008/020735-0.
52. Li L, Krishnan M, Baseman JB, Kannan TR. Molecular cloning, expression, and characterization of a Ca2+-dependent, membrane-associated nuclease of Mycoplasma genitalium. J Bacteriol. 2010;192(19):4876-84. doi: 10.1128/JB.00401-10.
53. Referensmetodik för klinisk mikrobiologi: Mycoplasma genitalium. Folkhälsomyndigheten och Föreningen för Medicinsk Mikrobiologi. [2015-05-03]. Tillgänglig via:
http://referensmetodik.folkhalsomyndigheten.se/w/Mycoplasma_genitalium.
54. Henning D, Eade D, Langstone A, Bean-Hodges A, Marceglia A, Azzopardi P. Asymptomatic Mycoplasma genitalium infection amongst marginalised young people accessing a youth health service in Melbourne. Int J STD AIDS. 2014;25(4):299-302. doi:
10.1177/0956462413502317.
55. Mobley VL, Hobbs MM, Lau K, Weinbaum BS, Getman DK, Seña AC. Mycoplasma
genitalium infection in women attending a sexually transmitted infection clinic: diagnostic specimen type, coinfections, and predictors. Sex Transm Dis. 2012;39(9):706-9.
doi: 10.1097/OLQ.0b013e318255de03.
56. Dehon PM, McGowin CL. Mycoplasma genitalium infection is associated with microscopic signs of cervical inflammation in liquid cytology specimens. J Clin Microbiol.
2014;52(7):2398-405. doi: 10.1128/JCM.00159-14.
57. Biernat-Sudolska M, Szostek S, Rojek-Zakrzewska D, Klimek M, Kosz-Vnenchak M.
Concomitant infections with human papillomavirus and various mycoplasma and
ureaplasma species in women with abnormal cervical cytology. Adv Med Sci.
2011;56(2):299-303. doi: 10.2478/v10039-011-0028-9.
33
58. Jensen AJ, Kleveland CR, Moghaddam A, Haaheim H, Hjelmevoll SO, Skogen V.
Chlamydia trachomatis, Mycoplasma genitalium and Ureaplasma urealyticum among
students in northern Norway. J Eur Acad Dermatol Venereol. 2013;27(1):e91-6. doi:
10.1111/j.1468-3083.2012.04528.x.
59. Referensmetodik för klinisk mikrobiologi: Chlamydia trachomatis. Folkhälsomyndigheten och Föreningen för Medicinsk Mikrobiologi. [2015-05-13] Tillgänglig via:
http://referensmetodik.folkhalsomyndigheten.se/w/Trichomonas_vaginalis-provtagning.
60. Referensmetodik för klinisk mikrobiologi: Trichomonas vaginalis-provtagning. Folkhälsomyndigheten och Föreningen för Medicinsk Mikrobiologi. [2015-03-15] Tillgänglig
via:
http://referensmetodik.folkhalsomyndigheten.se/w/Trichomonas_vaginalis-
provtagning.
61. Referensmetodik för klinisk mikrobiologi: Mycoplasma genitalium-laboratoriediagnostik. Folkhälsomyndigheten och Föreningen för Medicinsk Mikrobiologi.
[2015-04-23]
Tillgänglig
via:
http://referensmetodik.folkhalsomyndig-
heten.se/w/Mycoplasma_genitalium-laboratoriediagnostik.
62. Patil MJ, Nagamoti JM, Metgud SC. Diagnosis of Trichomonas vaginalis from vaginal
specimens by wet mount microscopy, In Pouch TV culture system, and PCR. J Glob
Infect Dis 2012;4:22–5.
63. Huppert JS, Mortensen JE, Reed JL, Kahn JA, Rich KD, Miller WC, et al. Rapid antigen
testing compares favorably with transcription-mediated amplification assay for the detection of Trichomonas vaginalis in young women. Clin Infect Dis 2007;45:194–8.
64. Kingston MA, DCarlin EM Bansal. ‘Shelf life’ of Trichomonas vaginalis. Int J STD
AIDS 2003;14:28–9.
34
65. Referensmetodik för klinisk mikrobiologi: Trichomonas vaginalis-laboratoriediagnostik. Folkhälsomyndigheten och Föreningen för Medicinsk Mikrobiologi. [2015-0429] Tillgänglig via: http://referensmetodik.folkhalsomyndigheten.se/w/Trichomonas_vaginalis-laboratoriediagnostik.
66. Abou Tayoun AN, Burchard PR, Caliendo AM, Scherer A, Tsongalis GJ. A multiplex
PCR assay for the simultaneous detection of Chlamydia trachomatis, Neisseria gonorrhoeae, and Trichomonas vaginalis. Exp Mol Pathol. 2015;98(2):214-8. doi:
10.1016/j.yexmp.2015.01.011.
67. Wendel KA, Erbelding EJ, Gaydos CA, Rompalo AM. Trichomonas vaginalis polymerase chain reaction compared with standard diagnostic and therapeutic protocols for
detection and treatment of vaginal trichomoniasis. Clin Infect Dis. 2002;35(5):576-80.
68. Espy MJ, Uhl JR, Sloan LM, Buckwalter SP, Jones MF, Vetter EA, et al. Real-time
PCR in clinical microbiology: applications for routine laboratory testing. Clin Microbiol
Rev. 2006;19(1):165-256.
69. Mullis K, Faloona F, Scharf S, Saiki R, Horn G, Erlich H. Specific enzymatic amplification of DNA in vitro: the polymerase chain reaction. Cold Spring Harb Symp Quant
Biol. 1986;51(1):263-73.
70. Saiki RK, Gelfand DH, Stoffel S, Scharf SJ, Higuchi R, Horn GT, et al. Primer-directed
enzymatic amplification of DNA with a thermostable DNA polymerase. Science.
1988;239(4839):487-91.
71. Berg JM, Tymoczko JL, Stryer L. Biochemistry. 2012. 7th ed. New York: W. H. Freeman and Company.151-2, 167-8.
72. Pelt-Verkuil E, Belkum A, Hays JP. Principles and Technical Aspects of PCR Amplification. Dordrecht: Springer Science + Business Media B.V; 2008. 126.
35
73. Life Technologies Corporation. Real-time PCR Handbook. http://www.gene-quantification.com/real-time-pcr-handbook-life-technologies-update-flr.pdf, 2012. [2015-0519].
74. Navarro E, Serrano-Heras G, Castaño MJ, Solera J. Real-time PCR detection chemistry.
Clin Chim Acta. 2015;439:231-50. doi:10.1016/j.cca.2014.10.017.
75. Gibson UE, Heid CA, Williams PM. A novel method for real time quantitative RTPCR. Genome Res. 1996;6(10):995-1001.
76. Bustin SA, Benes V, Garson JA, Hellemans J, Huggett J, Kubista M, et al. The MIQE
guidelines: minimum information for publication of quantitative real-time PCR experiments. Clin Chem. 2009;55(4):611-22. doi: 10.1373/clinchem.2008.112797.
77. Burns MJ, Valdivia H. Modelling the limit of detection in real-time quantitative PCR.
Eur Food Res Technol. 2007;226(6):1513-24.
78. Roche
Applied
Science.
Technical
Note
No.
LC
19/2004.
http://lifesci-
ence.roche.com/wcsstore/RASCatalogAssetStore/Articles/lc_ApplicationNote19.pdf,
2004. [2015-05-19].
79. Bruns DE, Ashwood ER, Burtis CA. Fundamentals of molecular diagnostics. Philadelphia, Pa.: Saunders/Elsevier; 2007. 40.
80. Svenska Akademiens Ordlista över Svenska Språket. 14:e uppl. Stockholm: Svenska
Akademien; 2015. Prevalens; 1000.
81. Referensmetodik för klinisk mikrobiologi: IVD-direktivet och CE-märkning. Folkhälsomyndigheten och Föreningen för Medicinsk Mikrobiologi. [2015-05-19] Tillgänglig
via
http://referensmetodik.folkhalsomyndigheten.se/w/IVD-direktivet_och_CE-
m%C3%A4rkning.
82. Cuschieri K, Brewster DH, Graham C, Nicoll S, Williams AR, Murray GI, et al. Influence of HPV type on prognosis in patients diagnosed with invasive cervical cancer. Int
J Cancer. 2014;135(11):2721-6. doi: 10.1002/ijc.28902.
36
Bilaga 1
Instructions for Use
Revised 2015-04-17
1. Additional Reagents required
Roche LightCycler® 480 Multiplex DNA Master
Cat.-No. 07 339 577 001
2. Programming LightCycler® 480 Instruments
See the Instrument operator’s manual for details. Start programming before preparing the solutions.
The protocol consists of three program steps:
• 1: Denaturation: sample denaturation and enzyme activation
• 2: Cycling: PCR-amplification
• 3: Cooling: cooling the instrument
Detection Format
LightCycler® 480 Instrument:
LightCycler® 480 II Instrument:
Set Quant Factor 10 (default setting is 1)
450-500 483-533 523-568 523-610 523-640 615-670
440-488 465-510 533-580 533-610 533-640 618-660
Color Compensation see instructions in
40-0320 Universal Color Compensation Hexaplex
Program Step:
Denaturation
Cycling
Cooling
None
Quantification mode
None
1
45
1
Parameter
Analysis Mode
Cycles
Target [°C]
Hold [hh:mm:ss]
Ramp Rate [°C/s] 96
Ramp Rate [°C/s] 384
Acquisition Mode
95
95
60
72
40
00:01:00
00:00:05
00:00:15
00:00:15
00:00:30
4.4
4.4
2.2
4.4
1.5
4.6
4.6
2.4
4.6
2.0
None
None
Single
None
None
2.1. Preparation of Parameter-Specific Reagents (PSR, 96 reactions):
One reagent vial contains all primers and probes to run 96+ LightCycler reactions.
Add 50 µl PCR-grade water to each reagent vial, mix the solution (vortex) and spin down.
For robotic pipetting the volume can be extended to 55 µl (signals will decrease by 10-20%).
►Use 0.5 µl reagent for a 20 µl PCR reaction.
2.2. Preparation of the Positive Control DNA
Add 320 µl PCR-grade water to the vial with the black cap. Mix by pipetting the solution up and down 10
times. Note: Opening of this vial may cause contaminations of the work-space (aerosol).
►Use 10 µl positive control DNA for a 20 µl PCR reaction (1,000 copies / 10µl).
2.3. Preparation of the Reaction Mix
In a cooled reaction tube, prepare the reaction mix for single reactions (left) or one plate (right):
Roche LightCycler® 480 Multiplex DNA Master
One reaction
Component
100 reactions
2,5µl
Water, PCR-grade (colorless cap, provided with the Roche Master kit)
0.5 µl
CT Plasmid Cyan500
50 µl
0.5 µl
CT MOMP Cyan500
50 µl
0.5 µl
M.genitalium FAM
50 µl
0.5 µl
TV Repeat R6G
50 µl
0.5 µl
NG opaD LC610
50 µl
0.5 µl
NG gyrA LC640
50 µl
250 µl
0.5 µl
PhHV IC LC670
50 µl
4 µl
Roche LightCycler® 480 Multiplex DNA Master
400 µl
10.0 µl
Volume of Reaction Mix
1.000 µl
Table 2
Mix gently, spin down and transfer 10 µl per well.
Add 10 µl of sample (cobas 4800 extracts) or control DNA to each well for a final reaction volume of 20 µl.
Seal plate and centrifuge.
Start run
Bilaga 2
Bilaga 3
Dehydrated Culture Media
TRICHOMONAS MEDIUM
Code: CM0161
A medium for the cultivation of Trichomonas vaginalis.
Typical Formula*
gm/litre
Liver digest
25.0
Glucose
5.0
Sodium chloride
6.5
Agar
1.0
pH 6.4 ± 0.2 @ 25°C
* Adjusted as required to meet performance standards
Directions
Suspend 37.5g in 1 litre of distilled water and bring to the boil to dissolve. Sterilise by autoclaving at 121°C
for 15 minutes. Cool to approximately 50°C. Inactivate 80ml of horse serum †, adjust to pH 6.0 and add it to
the medium. For diagnostic work, bacterial growth may be suppressed by the addition of 1000 units of penicillin and 500µg of streptomycin per ml of medium or 100µg of chloramphenicol per ml of medium (1 vial of
SR0078 per 500ml medium).
† Prior to incorporation in the medium, Horse Serum SR0035 is inactivated by maintaining at a temperature
of 56°C for 30 minutes, and then acidified with 1N hydrochloric acid to pH 6.0.
Description
A medium based on that of Feinberg & Whittington1 for the detection of Trichomonas vaginalis and Candida
spp. The authors, after a series of investigations on 1,704 genito-urinary specimens, found that Trichomonas vaginalis would not have been detected in 23.5% of the samples had they not been cultured. Furthermore, out of 747 vaginal specimens, 63% which were positive would have been dismissed as negative without use of the medium.
Stenton2 noted that the success of an earlier version of the Trichomonas Medium was largely dependent on
the choice and percentage of liver incorporated and he selected Oxoid Liver Infusion. Trichomonas Medium
has been slightly modified by the incorporation of 0.1% w/v of agar which leads to reduced oxygen tension
and consequently more prolific growth of trichomonads. Good growth of both Trichomonas and Candida
may be obtained in mixed culture - the growth of Candida spp. seldom interferes with trichomonads.
Technique
Inoculate Trichomonas Medium and incubate at 35°C for three to five days. At intervals, microscopically examine medium taken from the bottom of the tube. In addition, microscopically examine fresh wet smears of
the specimen at the time of initial culture.
The medium is equally suitable for the examination of urethral and vaginal swabs, and urine specimens.
Storage conditions and Shelf life
Store the dehydrated medium at 10-30°C and use before the expiry date on the label.
Store the prepared medium at 2-8°C.
Appearance
Dehydrated medium: Light straw coloured, free-flowing powder
Prepared medium: Dark straw coloured solution
Quality control
Positive controls:
Expected results
Trichomonas vaginalis ATCC® 30001
Viable organisms
Candida albicans ATCC® 10231 *
Turbid growth
Negative control:
Uninoculated medium
No change
* This organism is available as a Culti-Loop®
References
1. Feinberg J. G. and Whittington Joan M. (1957) J. Clin. Path. 10. 327-329.
2. Stenton P. (1957) J. Med. Lab. Technol. 14. 228-230.